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20 世纪末，Vogelstein 等提出数字PCR( digitalPCR，dPCR) 的概念，通过将一个样本分成几十到几万份，分配到不同的反应单元，每个单元包含一个或多个拷贝的目标分子( DNA 模板) ，在每个反应单元中分别对目标分子进行PCR 扩增，扩增结束后对各个反应单元的荧光信号进行统计学分析。
数字PCR技术不断发展，Bio-Rad、LIFE Technologies及RainDance等厂家相继推出技术较为成熟的数字PCR产品。
QuantaLife公司开发出的微滴数字PCR技术。该产品还获得了2011年度Frost & Sullivan北美新产品创新奖。2011年10月，Bio-Rad公司收购了QuantaLife和ddPCR技术，相继推出了QX100、QX200微滴式数字PCR系统。
与其他数字PCR技术不同，Bio-Rad对样品进行微滴化处理。据该公司基因表达部门的销售经理Richard Kurtz介绍，他们的独特优势是能够产生非常均一、重复的1纳升液滴。这样的好处是每个样品形成20,000个液滴，而其他系统只能分成760-3,000个部分。分得越多，则意味着分析越准确。
数字PCR是一种核酸分子绝对定量技术。当前核酸分子的定量有三种方法，光度法基于核酸分子的吸光度来定量；实时荧光定量PCR（Real Time PCR）基于Ct值，Ct值就是指可以检测到荧光值对应的循环数；数字PCR是最新的定量技术，基于单分子PCR方法来进行计数的核酸定量，是一种绝对定量的方法。主要采用当前分析化学热门研究领域的微流控或微滴化方法，将大量稀释后的核酸溶液分散至芯片的微反应器或微滴中，每个反应器的核酸模板数少于或者等于1个。这样经过PCR循环之后，有一个核酸分子模板的反应器就会给出荧光信号，没有模板的反应器就没有荧光信号。根据相对比例和反应器的体积，就可以推算出原始溶液的核酸浓度。向左转|向右转

色谱分析做系统适用性试验主要是为了确定分析使用的色谱系统是有效的、适用的。系统适用性通常用四个参数来确定系统的适用性：分离度、柱效、重复性和拖尾因子。
　　其中分离度和柱效是二个最重要、也更具有实用意义的参数。分离度是判断两物质在一个方法中分离的程度，虽然与柱效相关，但在衡量系统适用性时，首先强调的应该是分离度，只有当色谱图中仅有一个色谱峰或测定微量成分时，规定柱效才有其特殊重要性。重复性和拖尾因子，分别对重现性和色谱峰的峰形做出了要求。重现性保证了方法的可重复性，对柱效能提出了要求，柱子老化、塌陷，拖尾因子则难以达到要求
数字PCR 和色谱分析系统及中高压层析系统提醒你：
色谱分析以分离出来时间位置来判断是何种物质，以峰的积分面积来分析其含量。色谱分析法，又称层析法。根据其分离原理，有吸附色谱、分配色谱、离子交换色谱与排阻色谱等方法。 ---即是一种分析方法

色谱分析系统，是基于色谱分析法的一种分析仪器，如：液相色谱、气相色谱、离子色谱、凝胶色谱等。

无法作答

常规PCR一般注意点：
1）PCR模板是关键，引物可以优化。制备模板的时候，一定要注意核酸模板的纯度和量。纯度上要避免杂质和杂蛋白质的混入，同时还要注意添加模板的量，模板很理想的话，不用加太多，加的多了，混进去的杂质机会就多了。当模板的浓度过低,比如低于100个分子时,引物和模板之间就很难发生反应.引物容易自身进行反应形成二聚体.用boosterPCR,即开始几个cycles保持primer的低浓度,保证primer:template的molarratio在107~108.以确保开始扩增的准确性.然后boostePrimer的浓度到正常的水平

2)退火温度是从55度开始.根据情况配合以Mg离子浓度进行调整.有条件的可以做grADIentpcr.退火的时间在30-60S,时间短一些可以得到更好的效果.

3）首先是你的TAQ酶要在冰上操作，以免失活（Taq酶容易失活所以冬天最容易出结果），TAQ酶使用时最好分装。再就是你的引物以及DNTP和模板操作完后一定放进冰箱，注意不要污染，PCR完成后要及时从PCR仪取出（如果你的PCR仪没有保温功能），如果你放在外面时间较长可以放－20度冰箱（尤其片段比较小时）。TAQ酶一般比较稳定,按照一般的惯例,分子生物学的东西从转运到加样,全部要在冰上操作
要注意的是,DMSO,GLYCEROL等会抑制polymerase的活性,所以需要scouting出最适的浓度.可以加入一些nonionic试剂,如Tween,Nonid,Trition之类的反过来抑制SDS.还有proteinaseK也要除干净,不然会降解polymerase.
一些高保真没的效率要远远低于Taqpolymerase,所以可能需要的酶的量也要大一些.另外,一般的情况下,变性的温度可以使用90~92度,变性的时间也可以缩短,

4)Mg离子的作用主要是dNTP-Mg与核酸骨架相互作用并能影响Polymerase的活性，一般的情况下Mg的浓度在0.5-5mM之间调整，同样要记住的是在调整了dNTPs的浓度后要相应的调整Mg离子的浓度

PCR实验中出现的问题及对策：
一、非特异性条带
原因：1>引物特异性差2>模板、引物↑;3>酶过量;4>Mg离子浓度↑;5>Tm↓;6>循环次数太多;7>被基因组DNA污染
对策：1>重设引物;2>引物、模板↓;3>减少酶量;4>Mg浓度;5>Tm适当;6>减少循环次数7>重新处理样品
具体措施:
1、Primer浓度过高，建议以0.1uM间隔递减
2、酶量过多，建议0.5U间隔递减
3、循环次数过多，建议2个循环间隔递减
4、Anneal温度过低，以1度间隔递增。不迷信文献上所谓的退火温度。摸下梯度，范围应该是Tm-10和Tm+5。一般选Tm值低5度的温度开始摸条件，很难摸出时可以使用降落PCR，普通的9600PCR仪也可以做，只是程序麻烦些。对于20个核苷酸，G+C含量约50%的引物，55℃为选择最适退火温度的起点较为理想。
5、采用Hotstart法或Coolstart法，减少从室温上升到变性温度过程中引起的Primer非特异性Annealing。简易热启动的方法是加样时最好在冰上加，当然可以做个简易冰盒，直接在94度放入样本到机器，效果不错。
6、Template量过多，Template量以20%递减。PCR模板是关键，引物可以优化。制备模板的时候，一定要注意核酸模板的纯度和量。纯度上要避免杂质和杂蛋白质的混入，同时还要注意添加模板的量，模板很理想的话，不用加太多，加的多了，混进去的杂质机会就多了。
7、Extension时间过短，30s间隔递增。
二、带微弱
1.出现的现象：扩增带时有时无，出现时与国外文献中的照片相似，不出现是则看不到或者非常弱。
2.曾用的解决方法：换过PCR中所用的试剂。甚至想到引物之间可能有二聚体等影响结果（虽然文献中及自己的实验中有时能出现很好的结果，但实在是万般无奈），把各引物单独或者两两结合进行试验，时好是坏。
3.思考：第一点，是否是管子的问题？管子的质量不是很好（为了便宜），特别是外形不是很规矩，与扩增仪上的管孔结合不紧密，又不经常加油，而原装管子则与管孔结合较紧密。是否由于此而使管内温度与实际设定温度不符呢？第二点，那么是否是变性温度较高使酶过早的失活？虽然扩增的产物很弱，但分子量是相符的，说明扩增在进行，只是产物量较少，这可能与Taq酶的活性有关.
4.最后解决：将变性温度由文献的95℃改为94℃，问题解决。以后各次扩增均得到满意的结果。
三、设立对照
设立阴性对照检测是否被基因组DNA污染。如果阴性对照的PCR结果也显示同样条带，则需要用重新处理样品。
设立阳性对照可以检测是否模板CDNA及引物有问题。
空白对照：加的是“水”——出现“区带”
待检样品：加的是“模板”——无“带”
说明：1，水被污染
2，模板阴性
四、遇到意外继续实验
PCR体系遇到停电就放在4度1天，还可以扩出来，意外时不要扔还可以做一次啊

PCR操作注意点
1、写好试剂标签
1）对于需要存放的试剂、样品，都有明确的标签，套小的密实袋，离心管上有品名、浓度、日期，在密实袋上会重复写一次；
2）实验记录上还会记下新来试剂的存放日期；
3）用成品试剂盒时，除了会在实验记录上记下某日用量多少，还会在试剂盒盖内侧标明某日用量。

2、管子放置
做大批量PCR用八连管，八连管的盖子有一端有缺口，有缺口的那段向着自己，有时碰到盖好后没有拿稳掉下来，也能准确无误的分清楚前后次序。

3、准备工作
实验之前，试剂器皿仪器都准备妥当，且在脑海中将实验目的和步骤联系起来再进行一遍对比检查，确认无误后，就快速准确的动手实验。
1）酶和dNTP最好分装．
dNTP的质量与浓度:　dNTP的质量与浓度和PCR扩增效率有密切关系，dNTP粉呈颗粒状，如保存不当易变性失去生物学活性。dNTP溶液呈酸性，使用时应配成高浓度后，以1MNaOH或1MTris。HCL的缓冲液将其PH调节到7.0～7.5，小量分装，-20℃冰冻保存。多次冻融会使dNTP降解。在PCR反应中，dNTP应为50～200umol/L，尤其是注意4种dNTP的浓度要相等(等摩尔配制)，如其中任何一种浓度不同于其它几种时(偏高或偏低)，就会引起错配。浓度过低又会降低PCR产物的产量。dNTP能与Mg2+结合，使游离的Mg2+浓度降低。
2）PCR前，将枪等物品放在超净台中，用紫外照射半小时，可以破坏DNA，防止气溶胶污染等。但是，PCR不一定非要在超净台进行，如做质粒PCR就不那么严格．
3）PCR时，试剂化冻后，都稍稍振荡（手弹或者颠倒混匀），离心后再取（通常几秒钟，当转速到2000转左右关离心机）。（1）较均匀；（2）盖上沾的试剂被离下，不浪费试剂和减少污染。质粒DNA在取用之前，混匀的时间要稍长些。
4）PCR反应体系需要在冰上进行配制，以免酶失活或者核酸降解，反应用的器皿和微量离心管都需要进行严格的灭菌。
5)，两个引物可以加在一起分装或单独分装都可以.
4、预热PCR仪
上样前,预热PCR仪,对于PFU酶比较关键，先设置好PCR的程序然后再去配体系，别配好体系才想起PCR仪还没开。

5、加样：
1》、加样顺序
1）按照buffer-dNTP-引物-模板-Taq酶－水这个顺序加,不易起泡.
2）或加样顺序倒没有特别要求，只是Taq酶要注意最后加，加完就放到冰箱里或通常在冰箱里面加酶。然后按体积从大到小地一一加入.
3）或珍贵的、易引起污染的物质先加。
比如1、如果样品DNA很稀少，很宝贵，避免DNA间的污染就要首先考虑：第一步先加水，第二步就紧接着加DNA，这样加相同DNA就可以不换TIPS，又不会在DNA中污染引物等其他东西。
比如2、如果用随机引物，缓冲体系和酶就要重点保护？？？，先加它们再加引物和模板。
比如3、如果用的酶有外切活性，如PyroBest，pfu，就必需把酶放到最后加，否则他们有可能把引物都折磨得面目全非。
2》、混合加样
若做多管的PCR，可先加一起，再用枪分取
比如要做n管，就把除模板之外的其他部分按照n+1份配好，然后再分装，如：
10xbuffer5ul
dNTP4ul
引物11ul
引物21ul
taq酶1ul
ddw34ul
模板2ul
共有9个模板，就把除模板外的其他成分乘10，即buffer50ul，dNTP40ul，引物110ul，引物210ul，taq酶10ul，ddw340ul，加到一个离心管中，加盖，用力振荡使混匀（这步是必要的，否则分到各管中的体系不均匀），稍稍离心一下，然后分装至9个PCR管中，每管48ul，再依次加入模板2ul，混匀，稍稍离心，上机
3》、保证把微量的反应物加进去
1）枪头的下端紧贴液面(不要伸进去太多)，若看见有一个小水滴掉进去，证明已经加进去。不过我不赞成紧贴液面加，可能加进空气。所有的试剂都加完后，要用枪混匀，然后用手动离心机离一下，使之没有气泡，不要用手剧烈震荡tube
2）枪头不能挨到液面(加在管壁上瞬时离心)，否则使某些物质的量减少，所以我们加样的时候都采取螺旋式加样的方法，也就是加样时沿着管壁螺旋式上升，等全部加完后离心混匀，如果有气泡，用手指轻轻弹几下，气泡就没了（有时ep管内有气泡，反正p时要加温，发现最后结果相差不大），而且确保液体都在管底。
3）在用单个0.2mlPCR薄壁管做反应时，加在管壁，而不是管底，在管壁形成一个小液滴，每个小液滴都孤立存在，用手弹管壁最后离心。在加大量的药品时,如果1ml枪头一下吸满了液体,在枪头提出容器时,枪头尖端可能会存留一滴液体,很容易造成污染和浪费.我的技巧是在枪头提出容器时,将枪头放平,这样枪头尖端会有一个气泡,从而阻止了液体滴的形成!
4》、避免漏加或重复加
1）事先列出清单，准备两个冰盒.将所有的试剂放在一个冰盒上。加完的转移到另一个冰盒,加样以固定的顺序加,这样不容易弄错。
2）少量加样时，可以把试剂分别先加到EP管壁，这样不仅可以确定是否加上了试剂，还可以通过目测比较各种试剂加样是否准确；
3）加样时，将所有的试剂放在冰盒上。没加的在一侧，加完的转移到另一侧。
4）将PCR试剂放在最右边的竖排，再将EP管从左边开始横排放，在每加一种试剂后一定要将EP管挪动一排，这样就可以清楚的区分哪些管加了
5）还有如没有太大影响的话，将加完的合上盖子，没加的盖子打开。
6）泡沫（软的那种）制作了个板子，把ep管放上去，在加样时用枪尖压下
5》、准确浓度：
1）试剂完全化后再加样，浓度准确。像镁离子，融化后最后用枪头再吹打完全混匀。
2）各种酶，用之前瞬时离心一下，如果买的大包装的，最好分装一下，以避免反复冻融。
3）试剂用之前瞬时离心一下.
6》、注意枪头和枪是否结合紧密，否则误差将会很大；
7》、枪头：枪头要买好的，不然你有好枪也没用。

参考体系
酶切体系（参考）：
质粒17ul
buffer2ul
酶1ul
－－－－－－－－－－37度，过夜。

酶切位点
在质粒上，所选的两个酶的酶切位点不可以靠的太近，如6bp
建议载体质粒不要用双酶切,用两次单酶切之后切胶回收.另外建议加多以下两个个步骤:
1.PCR产物的酶切片断做TA克隆,之后再酶切回收,与载体相连.
2.目的片段与载体连接之后建议先转化DH5α这些容易转化的菌株.然后筛选到的阳性克隆测序之后,提质粒,用质粒转化BL21,转化率很高.质粒不一定要新鲜提取,我的质粒放在-20度冻了大半年,作为载体完全没问题,只要确定不降解.

酶切的量、小提的质粒浓度和纯度
浓度:
根据我的实验，OD值0.5左右吧，不一定很准确。260：280通常是1.8左右。3ml菌过夜，进行小提,并没有对OD限定.小提的效果好不好主要决定于你的溶液I，II,III的质量以及你的操作手法，
特别是加溶液II时最为关键。现在有很多试剂盒既便宜效果又好，条件允许的话可以考虑购买。
琼脂糖电泳目测,不一定测OD,连接比例更重要.
质粒表达载体不用测序的，通常都是跑电泳看一下质量，然后再根据图谱选择适当的酶，看能不能够切开，如果能够切开，基本上就可以采用了。
纯度:
酶切对质粒的纯度要求高，如果蛋白和RNA去的不干净会影响酶切；
我们用于酶切的质粒的ratio值一般在1.8左右。
酶量；
在量上最好不超过酶的酶切能力，一般酶都为10U/ul,就是说酶切体系里加
1ul的酶可以在合适的温度下，1小时内消化10ugDNA，但在实际操作当中
一般酶都是过量的，而且延长了酶的作用时间，比如作用6小时。
因为酶切产物用于连接，所以我们酶切时质粒的用量尽量多，用20ul的体系
时可以如下加样，我们也有用50ul的体系切过。

回收目的片段与阳标一起进行酶切:
PCR后，电泳回收目的片断（比如玻璃奶或者一次性回收柱回收），再进行酶切。除非产物非常特异，直接酶切PCR产物效果有时不是很好，还有一般PCR体系里过量得dNTPs会影响酶切效果。酶切后，可以用标准得乙醇沉淀法沉淀酶切产物，获得高纯度得酶切产物，也即是你的黏性目断片断供后边得试验。而DNA的纯度对酶切效果是有很大的影响的。而酶切时应加个阳标(如含相应酶切位点的质粒载体)来确定酶和酶切体系是不是work的。如果这两步没问题，你的酶切肯定能顺利的。如果有阳标一起来切，容易找出问题的所在。

酶切不下
酶切这一步，本来问题不大，你严格按说明书上的要求进行就行了，包括酶量，酶切体系以及DNA的量也要按要求加入。而DNA的纯度和浓度是有必要测定的，最好OD260/280要接近2.0。DNA的量过大或是纯度太低都会影响酶切效果。万一如果无法充分酶切，但有所需要的片段，就可以根据Markers的位置回收所需片段。
因为基因组大部分是甲基化的，酶切不下来的原因一可能是内切酶活性低，或者是基因组杂质含量较高，或者盐离子浓度太高(不同的酶有不同的盐浓度).还有就是基因组酶切酶的量要求比较多，大概1ugDNA/10u酶，如果不行还可以加大量，酶量不能超过酶切体系的1/10，浓度过高里面的甘油会影响酶的活性。接头5-端是去磷酸化的，这样就可以避免接头自连，pcr结果就会有东西出来。

连接酶反应温度
空掉开低一点,一般16度连接2-3小时;
放进4度冰箱中，连接过夜，16小时

多片段连接:
将三个片断放在一起连的,效果的确不好.还是应该一个一个地连接.

连接比例
我用T载体连接PCR产物，请问片段和载体的摩尔比怎么选择连接效率好？根据什么因素来调节？有没有经验值？
一般片段：载体＝3～8：1。根据片段的大小、连接时间、温度、感受态细胞等因素来调节。经验值就是3～8：1。4度连接过夜，用新鲜制备的感受态细胞，一般可以得到很好的克隆效率。
补充一句：如果PCR产物片段比较大(>1kb)的话一般用3：1的比例，如果比较小就几百bp的话用>3：1的比例连接效率能高一些。3-10：1一般没问题.
建议仔细参看Teasy的说明书

接头处理
接头的处理和连接这一步其实是挺头疼的。建议先制备和接头两粘端连接的线性质粒分子。因为这对于你接头是否完成了磷酸化和退火处理提供了一个评价体系。你接头处理完，并通过评价，你就可以放心用了。退火时的处理一般要使用专门的annealingbuffer，否则效果不好。而对于粘端连接来说，应该问题不大，唯一担心的是能进行连接的片段太少了，影响下面的PCR扩增，所以酶切这一步是很关键的。
最后一步是高保真PCR，首先建议用Taq酶进行扩增，然后再用Pfu酶扩增，因为后者效率比较低。其实你用Taq酶如果扩出来，测序经blast/n后，如果有突变，你也完全可以根据正确的序列重新设计引物将之调出来。

注意感受态

如果还是不行，建议检查一下感受态菌的质量。
我的感觉是感受态很重要，你可以转化连接产物的同时用纯质粒转化进行感受态活性的验证，后者取1ul转化，10ul涂板，好的感受态一般要长50个菌落以上。其次是连接体系，目的片断与载体的摩尔比为3-10：1，除此，连接酶也很重要，最好不要使用储存太久的酶，建议你下次做的时候用别人的酶试一下。
转化要用空质粒作对照，保证感受态没问题，细菌一般长12到16小时就形成可见的菌落，转化后的菌落一般比为转化的菌落小一些。

PCR（Polymerase Chain Reaction）技术，即聚合酶连反应，是一种扩大和复制目的片段DNA的技术，其发现对于生命科学的发展具有重要的意义。而3D数字PCR到底是什么鬼？它其实是最新出现的一款PCR仪，其具有对目的DNA分子做出绝对定量的优点，进而提供无与伦比的准确性、灵敏度。原理3D数字PCR是基于纳米流体芯片进行检测，通过一次检测，将样品分到数千个单独的PCR，检测结果部分为阳性，部分为阴性，之后进行绝对分子数统计，不需做标曲。目前可检测到2万个0.8nL的液滴（样品），能够精确的进行靶位点进行绝对定量研究。应用前景基因表达的绝对定量应用该技术，实现对DNA进行精确绝对定量，精确度可通过复制次数实现。通过准确性的进行定量检测基因，有助于临床上在治疗癌症、病毒感染等疾病作参考。同时，其具有高通量，检测速度快，成本相对低等优点，为后期精准治疗奠定基础。罕见基因的检测对于临床上的罕见的基因进行检测，不依靠参考标准，节约样本与试剂，并具有一定的精确度。3D数字PCR为液体活检提供技术支持液体活检是一种非侵入性的检测肿瘤基因及临床治疗效果的一种方法，目前可能正在开展有关3D数字PCR在在液体活检中的疗效，为后期临床提供更多可靠的指导作用。最新报道称“无创伤性肺癌检测技术即将登陆中国”。随着基因检测技术，如类似3D数字PCR技术的发展，推动我们将进入了“DNA的应用商城”这样的新时代，如23 and me、华大基因等专业的检测服务机构，提供更加专业的基因检测结果，经基因报告解读师或遗传咨询师进行通俗的解读，让我们每一个人都能够了解自己的基因，拥有自己的“生命之书”，让我们更加健康的生活。精准医疗其实本质是应用生物学信息与大数据科学的交叉发展的新型医学概念与医疗模式。对于精准医疗，重点在于“精准”，不仅仅是简单的基因测序如此简单，更需要精准的诊断与精准的治疗。

数字pcr为什么对抑制剂不敏感
在定量PCR时，我们常常纠结一个问题，究竟是相对定量还是绝对定量呢？如今，你无需纠结了，因为数字PCR（digital PCR）来了。尽管这两种技术有些类似，都是估计起始样品中的核酸量，但它们有一个重要的区别。定量PCR是依靠标准曲线或参照基因来测定核酸量，而数字PCR则让你能够直接数出DNA分子的个数，是对起始样品的绝对定量。因此特别适用于依靠Ct值不能很好分辨的应用领域：拷贝数变异、突变检测、基因相对表达研究（如等位基因不平衡表达）、二代测序结果验证、miRNA表达分析、单细胞基因表达分析等。

请教有没有人知道哪里可以做数字PCR(dd-PCR)的公司，急求！

跪谢！

可能是不是机器没信号造成的啊，我看你这个情况很像，建议楼主查找下说明书，按照说明书来具体操作呢

色谱分析做系统适用性试验主要是为了确定分析使用的色谱系统是有效的、适用的。系统适用性通常用四个参数来确定系统的适用性：分离度、柱效、重复性和拖尾因子。　　其中分离度和柱效是二个最重要、也更具有实用意义的参数。分离度是判断两物质在一个方法中分离的程度，虽然与柱效相关，但在衡量系统适用性时，首先强调的应该是分离度，只有当色谱图中仅有一个色谱峰或测定微量成分时，规定柱效才有其特殊重要性。重复性和拖尾因子，分别对重现性和色谱峰的峰形做出了要求。重现性保证了方法的可重复性，对柱效能提出了要求，柱子老化、塌陷，拖尾因子则难以达到要求数字PCR 和色谱分析系统及中高压层析系统提醒你：色谱分析以分离出来时间位置来判断是何种物质，以峰的积分面积来分析其含量。色谱分析法，又称层析法。根据其分离原理，有吸附色谱、分配色谱、离子交换色谱与排阻色谱等方法。 ---即是一种分析方法色谱分析系统，是基于色谱分析法的一种分析仪器，如：液相色谱、气相色谱、离子色谱、凝胶色谱等。

各位战友好！大家有没有了解过数字PCR仪！最近研究室准备采购一台，不知哪个公司的性能好，主流的好像有Raindance数字PCR仪和伯乐的QX100微滴式数字PCR仪，感觉都还行，犹豫中……希望各位战友给点建议啊！

在定量PCR时，我们常常纠结一个问题，究竟是相对定量还是绝对定量呢？如今，你无需纠结了，因为数字PCR（digital PCR）来了。尽管这两种技术有些类似，都是估计起始样品中的核酸量，但它们有一个重要的区别。定量PCR是依靠标准曲线或参照基因来测定核酸量，而数字PCR则让你能够直接数出DNA分子的个数，是对起始样品的绝对定量。因此特别适用于依靠Ct值不能很好分辨的应用领域：拷贝数变异、突变检测、基因相对表达研究（如等位基因不平衡表达）、二代测序结果验证、miRNA表达分析、单细胞基因表达分析等。