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Mycoplasmas in cell culture are – among other things – affecting cell growth and cell physiology seriously leading to unsatisfying and less significant results. The increasingly widespread use of more sophisticated and sensitive methods for the detection of mycoplasma contamination in cell cultures has resulted in contamination being detected in numerous cultures. This raises the issue of how to eliminate mycoplasma contamination. Naturally, the ideal solution is to discard the contaminated cells. However, if the valuable cells that are stored in liquid nitrogen are also contaminated, a solution is required for eliminating the mycoplasmas and preparing a new cell bank, particularly if the cells are unique and the result of extensive work. The most commonly used method for elimination, inactivation, or suppression of mycoplasmas in cell cultures is treatment with distinct antibiotics. In general, antibiotic therapies do not result in long-lasting, successful elimination. Also, the cytotoxic properties of antibiotics can cause undesirable side effects on eukaryotic cells and may facilitate the development of resistant mycoplasma strains.
The new Mycoplasma-EX method for mycoplasma elimination overcomes all of these drawbacks combining a non-antibiotic and a thoroughly adjusted antibiotic treatment resulting in unique features as compared to other methods and products. Mycoplasma-EX is the first biological reagent that eliminates mycoplasmas by directly killing them, and not just by inhibiting their growth. It is the only anti-mycoplasma agent that can be used to clean virus stocks and most eukaryotic cell cultures directly while showing an extremely low cytotoxicity. Mycoplasma-EX has been shown to be effective with only one treatment, destroying mycoplasmas permanently within 2-3 hours using the non-antibiotic Initial Treatment Reagent only. When using in addition the antibiotic Succession Treatment Reagent, the teatment time extends to – depending on the cell type – two to four weeks. Mycoplasma-Ex is applicable for most cell lines (e.g. Vero, BHK21, GBK, ML, Hep2, 293, CRFK, H9, Molt4, MT-4, Jurkat) and primary cells as well as virus stocks (e.g. SHV-1, BHV-1, HSV-1, VSV, SFV, FCV, MEV). Success of mycoplasma elimination has to be determined after the initial and – if required – succession treatment using a sensitive mycoplasma detection kit.
Benefits of Mycoplasma-EX:– highly effective against M. orale, M. hyorhinis, M. hominis, Acholeplasma laidlawii, M. arginini, M. fermentans, and other mycoplasma species usually encountered as contaminants in cell cultures– combined non-antibiotic and antibiotic treatment– significantly reduced treatment time– ease of use– temperature stable, ready-to-use solution– no additional dosing during the treatment necessary– low cytotoxicity: kills mycoplasmas very efficiently – but is safe for cells
Mycoplasma-EX is a sterile, ready-to-use solution, aliquoted per tube for single use. Store the original container at temperatures of2 to 8°C.
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要检测一个基因的表达产物是否正确，或者比较表达产物量的相对变化，首选方法是Western Blot。因为WesternBlot操作相对简单方便，既可以定性分析表达产物，同时还可以指示目的蛋白量的相对变化。虽然，顺利的时候WesternBlot做起来很简单，可不顺的时候也很令人心烦――做不出结果啦、假阳性啦、结果出现多条带啦、到底是一抗有问题还是二抗有问题啦……毕竟，作为一种有活性的生物大分子，抗体和抗原的反应毕竟不象1+1那么明确，而用这种不确定的试剂来测定同样知之甚少的表达产物，确实是有一定的不确定性的。所以，严谨的WesternBlot实验设计中要求有良好的参照体系，对实验结果分析是非常有用。特别是当实验出现问题时，借助参照体系很容易就可以查出问题所在，而不必抓耳挠腮怨天尤人。良好的参照体系通常包括分子量Marker（用来确定蛋白条带对应的分子量大小），空白载体对照（如果是诱导表达体系还应该有诱导前的对照），已知量标准产物的正对照；另外还有内参。可是由于经费限制或者偷懒的原因，国内的不少人做Western Blot往往省略参照，导致结果出现问题时无法分析结果――即便有结果也可能影响结果的分析。
内参是最容易被忽略的一项。我们知道，要用Western Blot比较不同条件下或者不同组织中，目的蛋白表达量的相对多少，前提条件是等量的细胞上样，才有比较的基础。特别表达量不高时，上样量的差别就很可能影响结果的分析。所以你需要内参。
内参即是内部参照（InternalControl），对于哺乳动物细胞表达来说一般是指由管家基因编码表达的蛋白(HousekeepingProteins)，它们在各组织和细胞中的表达相对恒定，在检测蛋白的表达水平变化时常用它来做参照物。在Western Blotting 实验中，除了需要进行蛋白抽提、蛋白定量、等量蛋白上样电泳、转膜、靶蛋白抗体孵育、显色等步骤以外，还需要进行内参的检测，以校正蛋白质定量、上样过程中存在的实验误差，保证实验结果的准确性。
在国外发表的文章中，Western Blotting实验结果须进行内参校正已成为一种惯例。但是，国内仍有不少科研人员在WesternBlotting实验中忽略了内参的使用，将蛋白浓度测定作为规范需相互比较的各种样品间上样量等同的唯一方法。然而各种蛋白质浓度定量方法，都存在局限性，不能完全准确的确定各种样品的准确蛋白浓度。如UV法直接定量，适合测试较纯净、成分相对单一的蛋白质，相对于比色法来说，操作简单，但是容易受到平行物质的干扰，如DNA的干扰；且敏感度低，要求蛋白的浓度较高。比色法测定蛋白浓度一般有BCA，Bradford，Lowry等几种方法。BCA法与Lowry法都容易受到蛋白质之间以及去污剂的干扰。Bradford 法敏感度最高，且与一系列干扰Lowry，BCA反应的还原剂（如DTT，巯基乙醇）相容。但是对于去污剂依然是敏感的，其最主要的缺点是不同的标准品会导致同一样品的结果差异较大，无可比性。另外，蛋白质定量以后进行电泳时需要等量上样，此步骤也存在操作误差。在Western blotting实验时使用内参，即可简便地对定量和上样步骤产生的误差进行校正。
在WesternBlotting中使用内参其实就是在WB过程中的另外用内参对应的抗体检测内参，这样在检测目的产物的同时可以检测内参的表达，由于内参在各组织和细胞中的表达相对恒定，借助检测每个样品内参的量就可以用于校正上样误差，这样半定量的结果才更为可信。此外使用内参可以作为空白对照，检测蛋白转膜情况是否完全、整个Western Blot显色或者发光体系是否正常。
实验结果分析其实很简单：如果样品蛋白量有限，只够进行一次电泳转膜实验时，分别检测样品的内参量和目的蛋白量。将各样品目的蛋白量分别除以其内参含量，得到的数值即为内参校正后的各样品中目的蛋白相对含量，再用此数值进行样品间的比较和分析，得到目的蛋白含量在不同样品间的实际变化结果。如果样品量充分，可以先检测内参，观测样品间内参显色条带是否一致，根据差异大小调整各样品的上样量重新进行Western Blotting实验，至内参量一致为止；若内参一致，即可进行不同样品间目的蛋白表达变化分析。这样虽然麻烦一点，但是可以保证结果更有说服力，更可信。毕竟我们的实验是一种严谨的工作。
附：在Western Blotting实验过程中使用内参的方法有：
一、 超级简便的标记内参使用法：只要在二抗孵育时加入HRP标记内参抗体，按照正常操作即可。
二、普通内参：当目的蛋白的分子量大小与选用的内参蛋白分子量相差不大时，可以先进行目的蛋白的抗体温育显色和检测。然后使用Strip缓冲液洗掉膜上的抗体，重新进行内参蛋白的抗体温育、显色检测。
三、当目的蛋白的分子量大小与选用的内参蛋白分子量大小相差比较明显情况下，可以在转膜后预染，根据蛋白质Marker的大小将膜剪为大分子量和小分子量两部分，使内参蛋白与目的蛋白分开。然后两块膜分别与内参蛋白抗体以及目的蛋白抗体进行温育，二抗温育以及显色。
【摘自网络】展开
各位大神，有谁做WB，选用球虫的GADPH作为内参？知道哪个公司有针对球虫内参的抗体？
虽然没有具体用过检测这个抗原的抗体，但是如果希望抗体特异性好点，能检测丰度低的蛋白，还是选Abcam吧，Santa有时候全凭人品了，内参抗体什么的还能凑活，其他的比较勉强。
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